Environmental Condition for the Butt-Rot of Conifers by Cauliflower Mushroom (Sparassis crispa) and Wood Quality of Larix kaempferi Damaged by the Fungus

꽃송이버섯에 의한 침엽수 심재부후 발생환경 및 낙엽송 피해목의 재질 특성

  • Received : 2008.11.04
  • Accepted : 2009.03.12
  • Published : 2009.03.31

Abstract

Cauliflower mushroom (Sparassis crispa) is recently recognized as a new edible and/or medicinal mushroom cultivated with conifers. By the way, the mushroom is notorious as a brown-rot fungus that causes a buttrot of larch. So, there should be a careful consideration to apply the mushroom cultivation in coniferous stand. This study was conducted to clarify the seriousness of heartwood decay on conifers such as larch by cauliflower mushroom with surveying the mushroom producing environment and to examine whether the cultivation of cauliflower mushroom produce any problem in conifer stands or not. The mushroom occurred in various coniferous stands such as Larix kaempferi, Pinus koraiensis, P. densiflora and Abies holophylla on fertile soils with adequate moisture. Soil texture of the mushroom producing site was comparatively fine compared to general forest soils; sandy loam, loam and silty loam. Soil pH ranged from 4.6 to 5.2, and organic matter contents were 4~11%, which showed relatively wide range. We could find S. crispa by a DNA technique from the wood that seemed to have no heartwood decay by naked eyes. The damaged wood showed 30% higher moisture contents than that of sound wood, while the compressive strength was 30% lowered down compared to that of sound wood. The fungus may invade conifers through the scars occurred on roots or stems, in this case spore dispersion of the mushroom takes a great role. Thus, we concluded that forest tending activities need to be applied with considering the invasion of S. crispa, and cultivation of cauliflower mushroom in forest should be attempted very carefully. By the way, we also infer that conifer stands can be nurtured without heartwood decay by S. crispa if the stand be managed in good aeration conditions by proper silvicultural practices such as sanitary thinning.

꽃송이버섯은 침엽수를 이용하여 재배할 수 있는 식 약용버섯으로 최근 새롭게 인식되고 있다. 그런데, 이 버섯은 낙엽송 심재부후병균으로 악명 높은 갈색부후균이므로 임지 재배를 시도하기 위해서는 신중한 검토가 선행되어야 한다. 본 연구는 이러한 배경 아래 꽃송이버섯의 침엽수림 내 발생환경을 조사하고, 낙엽송의 심재부후에 미치는 영향을 분석하여 침엽수림 내에서 꽃송이버섯 재배를 시도해도 문제가 없는지 검토하고자 수행되었다. 꽃송이버섯은 습도가 충분하고 비옥한 토양에서 자라는 낙엽송, 잣나무, 소나무, 전나무 등 다양한 침엽수림에서 발생하였다. 꽃송이버섯이 발생한 토양은 사양토에서 미사질양토의 범위로써 우리나라의 일반적인 산림토양에 비하여 고운 토성을 지니고 있었으며, pH는 4.6~5.2, 유기물 함량은 4~11%를 나타내 넓은 생육범위를 나타내었다. 꽃송이버섯 균이 침입한 목재는 육안으로 쉽게 파악이 되지 않는 부위에도 이미 균사가 퍼져 있음을 DNA 검정을 통하여 확인하였다. 피해부위는 건전부위에 비하여 함수율은 30% 정도 높은 반면, 압축강도는 30% 정도 낮았다. 꽃송이버섯 균은 뿌리만이 아니라 가지치기 등을 통해 생기는 가지부위의 상처를 통해서도 침입할 수 있으며, 이 경우 포자의 비산이 큰 역할을 하는 것으로 판단되었다. 따라서 꽃송이버섯 균이 나무뿌리 및 줄기부위의 상처를 통하여 쉽게 침입할 수 있음을 감안할 때, 우량목 생산을 위해서는 숲가꾸기의 시기에 유의하여야 하며, 이 버섯의 임내 재배는 신중하게 시도되어야 할 것으로 사료된다. 다만, 위생간벌 등 무육작업을 통해 통기성이 좋은 여건을 유지한다면 성숙림으로 육성하여 우량목재를 생산하는데 큰 문제가 없을 것으로 추론되었다.

Keywords

References

  1. 국립산림과학원. 2007. 활엽수 심재부후 전국 실태조사. 국립산림과학원 산불연구과. 22p
  2. 김현중. 1997. 일본의 낙엽송 심재부후병 연구동향. 임업정보 79호(1997-11): 67-70
  3. 김현중, 김준섭, 이창근. 1990. 해면버섯균과 꽃송이버섯균에 의한 낙엽송 생립목의 심재부후피해. 한국임학회지 79(2): 138-143
  4. 김현중, 차주영, 이창근. 1991. 낙엽송 근주 심재부후병균의 분포빈도와 목재열화능력. 한국임학회지 80(3): 311-316
  5. 박병수, 박정환, 정성호, 한소라. 2007. 낙엽송의 심재부후 및 윤할 발생 특성. 2007 한국목재공학회 학술발표대회, 2007. 4. 19-20. 여수, 전남대학교 여수캠퍼스. p.257-258
  6. 박 현, 이봉훈, 오득실, 가강현, 박원철, 이학주. 2005. 보릿가루가 첨가된 침엽수 톱밥을 이용한 꽃송이버섯 재배. 임산에너지 24(2): 31-36
  7. 박 현, 이봉훈, 가강현, 박원철, 오득실, 박준모, 천우재. 2006. 증기 처리한 침엽수 톱밥을 이용한 꽃송이버섯 재배. 목재공학 34(3): 84-89
  8. 서상영, 유영진, 정기태, 류정, 고복래, 최정식, 김명곤. 2005. 꽃송이버섯의 균사생장 최적화. 한국버섯학회지 3(2): 45-51
  9. 오득실. 2003. 꽃송이버섯의 균사생장 최적화를 위한 배지조성 및 배양조건에 관한 연구. 전남대학교 대학원 석사학위 청구논문. pp. 33
  10. 오득실, 박 현, 박화식, 김명석, 채정기. 2006. 소맥분과 물엿을 첨가한 침엽수 톱밥배지에서의 꽃송이버섯 생산. 한국버섯학회지 4(1): 39-42
  11. 정종천, 박정식, 홍인표, 석순자, 전창성, 이찬중. 2008. 꽃송이버섯의 배양적 특성. 한국균학회지 36(1): 16-21 https://doi.org/10.4489/KJM.2008.36.1.016
  12. 小岩俊行. 2002. カラマツ根株心腐病菌の侵入口. 日林誌 84(1): 9-15
  13. Chang, H.-Y. and Choi, S.-O. 2004. Characteristics of mycelial culture of Sparassis crispa. J. of Mushroom Science and Production 2(3): 163-167
  14. Harada, T., N. Miura, Y. Adachi, M. Nakajima, T. Yadomae and Ohno, N. 2002a. Effect of SCG, 1,3-$\beta$-D-glucan from Sparassis crispa on the hematopoietic response in cyclophosphamide induced Leukopenic mice. Biol. Pharm. Bull. 25(7) : 931-939 https://doi.org/10.1248/bpb.25.931
  15. Harada, T., N.N. Miura, Y. Adachi, M. Nakajima, T. Yadomae and Ohno, N. 2002b. IFN- induction by SCG, 1,3-$\beta$-D-glucan from Sparassis crispa, in DBA/2 Mice in vitro. Journal of Interferon & Cytokine Research 22: 1227-1239 https://doi.org/10.1089/10799900260475759
  16. Ka, K.H., J.M. Park, D.S. Oh, W.J. Cheon and Yoon, K.H. 2007. Ecological study of Sparassis crispa in Gwangreung of Korea. Korean Society of Mycology Newsletter 19(1): 70
  17. Lee, J.M., J. Y. Kim, K.-D. Choi, K.-D. Han, H. Hur, S. W. Kim, J.-O. Shim, J.Y. Lee, T.-S. Lee and Lee, M.W. 2004. Sawdust media affecting the mycelial growth and the fruiting body formation of Sparassis crispa. Mycobiology 32(4): 190-193 https://doi.org/10.4489/MYCO.2004.32.4.190
  18. Lee, S.B. and Taylor, J.W. 1990. Isolation of DNA from fungal mycelia and single spores. Pages in 282-287. In:Innis, M.A., Gelfand, D.H., Sninsky, J.J. and White, T.J. eds. PCR Protocols-A Guide to Methods and Applications. Academic Press. 482p
  19. Mao, X.I. and Jiang, C.P. 1993. Economic macrofungi of Tibet. Beijing Science and Technology Press. pp. 651
  20. McGinnes Jr., E.A. and Shigo, A.L. 1975. Electronic technique for detecting discoloration, decay, and injuryassociated ring shake in black walnut. Forest Products Journal 25(5): 30-32
  21. Shigo, A.L. 1984. Compartmentalization: A conceptual framework for understanding how trees grow and defend themselves. Annual Review of Phytopathology 22: 189-214 https://doi.org/10.1146/annurev.py.22.090184.001201
  22. Shim, J.-O., S.-G. Son, S.-O. Yoon, Y.-S. Lee, T.-S. Lee, S.-S. Lee, K.-D. Lee and Lee, M.-W. 1998. The optimal factors for the mycelial growth of Sparassis crispa. The Korean Journal of Mycology 26(1): 39-46